Fuzyjne polimerazy DNA – otrzymywanie, charakterystyka i zastosowanie - Publikacja - MOST Wiedzy

Wyszukiwarka

Fuzyjne polimerazy DNA – otrzymywanie, charakterystyka i zastosowanie

Abstrakt

Obecnie reakcje PCR (ang. Polymerase Chain Reaction) wykazują bardzo szerokie zastosowanie w diagnostyce medycznej, biologii molekularnej czy inżynierii genetycznej. Efektywność tych reakcji rozumiana jako wydajność i wierność przeprowadzonej amplifikacji jest nieodłącznie związana ze stosowaną polimerazą DNA i warunkami prowadzenia reakcji PCR. Aby sprostać wymaganiom stawianym przez nowoczesne metody diagnostyczne oraz współczesną inżynierię genetyczną konieczne jest poszukiwanie polimeraz DNA o coraz lepszych właściwościach. Dotychczas wprowadzane modyfikacje amplifikacji DNA to przede wszystkim stosowanie udoskonalonych buforów, wzmacniaczy reakcji PCR, wprowadzanie mutacji w polimerazach DNA lub konstrukcje polimeraz chimerycznych. Coraz popularniejsze stają się również modyfikacje znanych już polimeraz DNA poprzez tworzenie ich fuzji z białkami mogącymi poprawić ich użyteczność. Podstawowym założeniem niniejszej pracy było otrzymanie nowej, lepszej polimerazy DNA jako wynik fuzji polimerazy DNA z białkiem wiążącymi jedno- lub dwuniciowe DNA i zbadanie jej nowych właściwości pod względem procesywności, termostabilności, powinowactwa do matrycy DNA, jak również odporności na inhibitory występujące w próbkach klinicznych (np. we krwi). Modyfikacjom została poddana najbardziej popularna w diagnostyce molekularnej polimeraza DNA z Thermus aquaticus z delecją reszt aminokwasowych tworzących domenę odpowiedzialną za aktywność egzonukleolityczną 5’→3’ (TaqStoffel). Natomiast białkami, które zastosowano do fuzji były białka mające naturalną zdolność do wiązania się z DNA: RB69SSB, TtePriB i NeqSSB oraz domena DBD ligazy P. furiosus. Cechy nowych polimeraz DNA porównano z polimerazą DNA TaqStoffel. Uzyskano polimerazy o ulepszonych podstawowych cechach, bardziej przydatnych do pracy z problematycznymi matrycami (długie i bogate w pary GC) oraz z próbkami, którym mogą towarzyszyć inhibitory z krwi (laktoferyna, heparyna). Ponadto wykazano wzrost termostabilności, procesywności i czułości fuzyjnych polimeraz DNA zwłaszcza w przypadku fuzji z białkiem SSB pochodzącym z Nanoarchaeum equitans (NeqSSB) oraz domeną DBD ligazy Pyrococcus furiosus.Zoptymalizowane i przeprowadzone doświadczenia pozwoliły również na wyznaczenie istotnych cech białek użytych w fuzji z polimerazą DNA (co może być istotne w racjonalnym projektowaniu innych fuzyjnych polimeraz DNA) oraz sposobu badania ich właściwości.

Pełna treść

pobierz publikację
pobrano 375 razy

Licencja

Copyright (Author(s))

Informacje szczegółowe

Kategoria:
Doktoraty, rozprawy habilitacyjne, nostryfikacje
Typ:
praca doktorska pracowników zatrudnionych w PG oraz studentów studium doktoranckiego
Język:
polski
Rok wydania:
2018
Bibliografia: test
  1. Aparatura i sprzęt laboratoryjny ................................................................................................... 44
  2. Odczynniki chemiczne ........................................................................................................................ 45
  3. Pożywki i podłoża mikrobiologiczne ........................................................................................... 46 otwiera się w nowej karcie
  4. Markery..................................................................................................................................................... 46
  5. Odczynniki do reakcji PCR................................................................................................................ 47
  6. Enzymy restrykcyjne i ich bufory do reakcji trawienia....................................................... 50
  7. Odczynniki do reakcji Gibsona ....................................................................................................... 50
  8. Odczynniki do rozdziału DNA za pomocą elektroforezy agarozowej ........................... 50 otwiera się w nowej karcie
  9. Odczynniki do rozdziału białek za pomocą elektroforezy poliakrylamidowej w warunkach denaturujących (SDS-PAGE) ................................................................................... 51
  10. Bufory do oczyszczania białek ..................................................................................................... 52 12. Odczynniki do filtracji żelowej .................................................................................................... 53 13. Szczepy bakteryjne, DNA plazmidowe i genomowe .......................................................... 53 14. Odczynniki do izolacji genomowego DNA .............................................................................. 54 15. Odczynniki do izolacji plazmidowego DNA............................................................................ 54
  11. Odczynniki do oczyszczania DNA z żelu agarozowego i po reakcjach trawienia enzymatycznego ........................................................................................................................................ 54 17. Zestaw do oznaczania jednostkowości polimeraz DNA ................................................... 54
  12. Pozostałe bufory i roztwory ......................................................................................................... 55 METODY ................................................................................................................................................................. 56 1. Izolacja genomowego DNA ............................................................................................................... 56 2. Izolacja plazmidowego DNA ............................................................................................................ 56 3. Elektroforetyczny rozdział DNA w żelu agarozowym ......................................................... 56 otwiera się w nowej karcie
  13. Elektroforeza poliakrylamidowa białek w warunkach denaturujących SDS-PAGE 57 4.1. Przygotowanie żelu poliakrylamidowego ........................................................................ 57 4.2. Przygotowanie próbek do elektroforezy białkowej .................................................... 57 4.3. Barwienie i odbarwianie żeli poliakrylamidowych ..................................................... 57 otwiera się w nowej karcie
  14. Izolacja DNA z żelu agarozowego .................................................................................................. 57
  15. Oczyszczanie DNA po reakcjach enzymatycznych ................................................................ 57
  16. Amplifikacja genów kodujących fuzyjne polimerazy DNA ................................................ 58
  17. Reakcje trawienia DNA enzymami restrykcyjnymi............................................................... 59
  18. Reakcja Gibsona .................................................................................................................................... 59 10. Hodowle bakteryjne ......................................................................................................................... 60 10.1. Hodowle w pożywce płynnej............................................................................................... 60 10.2. Hodowle na podłożu stałym ................................................................................................ 60 otwiera się w nowej karcie
  19. Transformacja komórek E. coli rekombinantowym DNA ................................................ 60 11.1 Przygotowanie komórek kompetentnych E. coli ......................................................... 60 11.2 Transformacja komórek kompetentnych E. coli .......................................................... 61
  20. Sprawdzenie obecności DNA insertu ........................................................................................ 61 12.1 Sprawdzenie obecności DNA insertu za pomocą analizy restrykcyjnej ............ 61 12.2 Sprawdzenie obecności DNA insertu za pomocą sekwencjonowania ............... 61
  21. Ekspresja genów kodujących białka fuzyjne ......................................................................... 62 13.1 Optymalizacja warunków ekspresji .................................................................................. 62 13.2 Ekspresja genów kodujących fuzyjne polimerazy DNA w objętości 1000 ml pożywki .................................................................................................................................................... 62
  22. Rysunek 41. Rozdział elektroforetyczny w 2% żelu agarozowym z bromkiem etydyny [Mat. 9, Met. 3] przedstawiający wyniki testu opóźnienia ruchliwości elektroforetycznej DNA w obecności polimeraz DNA NeqSSB-TaqS (A), DBD-TaqS (B), RB69SSB-TaqS (C), TtePriB-TaqS (D) oraz TaqS (E) z ssDNA oraz dsDNA. Mieszanina reakcyjna zawierała 10 pmol (dT76) oraz 2,5 pmol produktu PCR o długości 100 pz dla panelu A, B, C, D ścieżki oznaczają: otwiera się w nowej karcie
  23. Bartlett JMS, Stirling D. A Short History of the Polymerase Chain Reaction. PCR Protocols. New Jersey: Humana Press; 2003; 226:3-6. otwiera się w nowej karcie
  24. Garibyan L, Avashia N. Polymerase chain reaction. J Invest Dermatol; 2013;133(3):1-4. otwiera się w nowej karcie
  25. Hubscher U, Spadari S, Villani G, Maga G. DNA polymerases Discovery, Characterization and Functions in Cellular DNA Transaction. World Scientific Publishing; 2010; 79-106. otwiera się w nowej karcie
  26. Fisher JK, Bourniquel A, Prentiss M, Kleckner N. DNA Replication, Recombination & Repair. Biophys J. 2011;7:394-738. otwiera się w nowej karcie
  27. Allen WJ, Li Y, Waksman G. Bacterial DNA Polymerase I. Encyclopedia of Life Sciences. Chichester, UK: John Wiley & Sons; 2010 otwiera się w nowej karcie
  28. Horning EC. Enzymic synthesis of deoxyribonucleic acid. 1956;21:5-6.
  29. Capson TL, Peliska JA, Fenn Kaboord B, West Frey M, Lively C, Dahlberg M, Bencovic SJ. Kinetic Characterization of the Polymerase and Exonuclease Activities of the Gene 43 Protein of Bacteriophage T4. Biochemistry. 1098;31:10984-94. otwiera się w nowej karcie
  30. Albà MM. Replicative DNA polymerases. Genome Biol. 2001;2(1):1-4. otwiera się w nowej karcie
  31. Wang J, Sattar AK, Wang CC, Karam JD, Konigsberg WH, Steitz TA. Crystal structure of a pol alpha family replication DNA polymerase from bacteriophage RB69. Cell. 1997;89(7):1087-99. otwiera się w nowej karcie
  32. Hashimoto H, Nishioka M, Fujiwara S, Takagi M, Imanaka T, Inoue T, Kai Y. Crystal structure of DNA polymerase from hyperthermophilic archaeon Pyrococcus kodakaraensis KOD1. J Mol Biol. 2001;306(3):469-77. otwiera się w nowej karcie
  33. Huang YP, Ito J. DNA polymerase C of the thermophilic bacterium Thermus aquaticus: classification and phylogenetic analysis of the family C DNA polymerases. J Mol Evol. 1999;48(6):756-69. otwiera się w nowej karcie
  34. Garcia-Diaz M, Bebenek K. Multiple functions of DNA polymerases. CRC Crit Rev Plant Sci. 2007;26(2):105-22. otwiera się w nowej karcie
  35. Sawaya MR, Pelletier H, Kumar A, Wilson SH, Kraut J. Crystal structure of rat DNA polymerase beta: evidence for a common polymerase mechanism. Science. 1994;264(5167):1930-5. otwiera się w nowej karcie
  36. Yamtich J, Sweasy JB. DNA polymerase Family X: Function, structure, and cellular roles. Biochim Biophys Acta -Proteins Proteomics. 2010;1804(5):1136- 50. otwiera się w nowej karcie
  37. Boudsocq F, Kokoska RJ, Plosky BS, Vaisman A, Ling H, Kunkel TA, Yang W, otwiera się w nowej karcie
  38. Biol Chem. 2004;279(31):32932-40. otwiera się w nowej karcie
  39. Lehmann AR. New Functions for Y Family Polymerases. Amsterdam: Elsevier Academic Press; 2005;93 otwiera się w nowej karcie
  40. Rothwell PJ, Waksman G. Structure and mechanism of DNA polymerases. Advances in protein chemistry. 2005;401-40. otwiera się w nowej karcie
  41. Delarue M, Poch O, Tordo N, Moras D, Argos P. An attempt to unify the structure of polymerases. Protein Eng. 1990;3(6):461-7. otwiera się w nowej karcie
  42. Al-soud WA, Rådström P. Capacity of Nine Thermostable DNA Polymerases To Mediate DNA Amplification in the Presence of PCR-Inhibiting Samples. Appl Environ Microbiol. 1998;64(10):3748-53.
  43. Oshima T, Imahori K. Description of Thermus thermophilus (Yoshida and Oshima) comb. nov., a Nonsporulating Thermophilic Bacterium from a Japanese Thermal Spa. Int J Syst Bacteriol. 1974;102-1. otwiera się w nowej karcie
  44. Patel PH, Suzuki M, Adman E, Shinkai A, Loeb LA. Prokaryotic DNA polymerase I: evolution, structure, and "base flipping" mechanism for nucleotide selection. J Mol Biol. 2001;308(5):823-37. otwiera się w nowej karcie
  45. Li Y, Korolev S, Waksman G. Crystal structures of open and closed forms of binary and ternary complexes of the large fragment of Thermus aquaticus DNA polymerase I: structural basis for nucleotide incorporation. EMBO J. 1998;17(24):7514-25. otwiera się w nowej karcie
  46. Johnson K. The kinetic and chemical mechanism of high-fidelity DNA polymerases. Biochim Biophys Acta -Proteins Proteomics. 2010;1804(5):1041- 8. otwiera się w nowej karcie
  47. Beese L, Steitz T. Structural basis for the 3'-5' exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I: a two metal ion mechanism. EMBO J. 1991;10(1):25-33. otwiera się w nowej karcie
  48. Steitz TA. DNA polymerases: structural diversity and common mechanisms. J Biol Chem. 1999;274(25):17395-8. otwiera się w nowej karcie
  49. Vieille C, Burdette DS, Zeikus JG. Thermozymes. Biotechnol Annu Rev. 1996;2:1- 83. otwiera się w nowej karcie
  50. Hamilton SC, Farchaus JW, Davis MC. DNA polymerases as engines for biotechnology. Biotechniques. 2001;31(2):370-6, 378-80, 382-3. otwiera się w nowej karcie
  51. Chien A, Edgar DB, Trela JM. Deoxyribonucleic acid polymerase from the extreme thermophile Thermus aquaticus. J Bacteriol. 1976;127(3):1550-7. otwiera się w nowej karcie
  52. Vainshtein I, Atrazhev a, Eom SH, Elliott JF, Wishart DS, Malcolm B. Peptide rescue of an N-terminal truncation of the Stoffel fragment of Taq DNA polymerase. Protein Sci. 1996;5(9):1785-92. otwiera się w nowej karcie
  53. Barnes WM. The fidelity of Taq polymerase catalyzing PCR is improved by an N- terminal deletion. Gene. 1992;112(1):29-35. otwiera się w nowej karcie
  54. Rittié L, Perbal B. Enzymes used in molecular biology: a useful guide. J Cell Commun Signal. 2008;2(1-2):25-45. otwiera się w nowej karcie
  55. Innis MA, Gelfand DH, Sninsky JJ. PCR Strategies. Academic Press Inc.; 1995. otwiera się w nowej karcie
  56. Diaz RS, Sabino EC. Accuracy of replication in the polymerase chain reaction. Comparison between Thermotoga maritima DNA polymerase and Thermus aquaticus DNA polymerase. Braz J Med Biol Res. 1998;31(10). otwiera się w nowej karcie
  57. Kim SW, Kim DU, Kim JK, Kang LW, Cho HS. Crystal structure of Pfu, the high fidelity DNA polymerase from Pyrococcus furiosus. Int J Biol Macromol. 2008;42 (4): 356-61. otwiera się w nowej karcie
  58. Takagi M, Nishioka M, Kakihara H, Kitabayashi M, Inoue H, Kawakami B, Oka M, Imanaka T. Characterization of DNA polymerase from Pyrococcus sp. strain KOD1 and its application to PCR. Appl Environ Microbiol. 1997;63(11):4504- 10. otwiera się w nowej karcie
  59. Hopfner KP, Eichinger A, Engh RA, Laue F, Ankenbauer W, Huber R, Angerer B. Crystal structure of a thermostable type B DNA polymerase from Thermococcus gorgonarius. Proc Natl Acad Sci U S A. 1999;96(7):3600-5. otwiera się w nowej karcie
  60. Choi JJ, Song J-G, Nam KH, Lee J Il, Bae H, Kim GA, Sun Y, Kwon S-T. Unique substrate spectrum and PCR application of Nanoarchaeum equitans family B DNA polymerase. Appl Environ Microbiol. 2008;74(21):6563-9. otwiera się w nowej karcie
  61. Waters E, Hohn MJ, Ahel I, Graham DE, Adams MD, Barnstead M, Beeson KY, Bibbs L, Bolanos R, Keller M, Kretz K, Lin X, Mathur E, Ni J, Podar M, Richardson T, Sutton GG, Simon M, Soll D, Stetter KO, Short JM, Noordewier M. The genome of Nanoarchaeum equitans: insights into early archaeal evolution and derived parasitism. Proc Natl Acad Sci U S A . 2003;100(22):12984-8. otwiera się w nowej karcie
  62. Studzińska A, Tyburski J, Daca P, Tretyn A. PCR w czasie rzeczywistym. Istota metody i strategie monitorowania przebiegu reakcji. Biotechnologia. 2008;1: 71-85
  63. Prescott LM, Harley JP, Klein DA. Microbiology. McGraw-Hill. 2002. otwiera się w nowej karcie
  64. Al-soud WA, Radstrom P. Purification and Characterization of PCR-Inhibitory Components in Blood Cells. J Clin Microbiol. 2001;39(2):485-93.
  65. Watson RJ, Blackwell B. Purification and characterization of a common soil component which inhibits the polymerase chain reaction. Can J Microbiol. 2000;46(7):633-42. otwiera się w nowej karcie
  66. Barnes WM. PCR amplification of up to 35-kb DNA with high fidelity and high yield from lambda bacteriophage templates. Proc Natl Acad Sci. 1994;91(6). otwiera się w nowej karcie
  67. Nishioka M, Mizuguchi H, Fujiwara S, Komatsubara S, Kitabayashi M, Uemura H, Takagi M, Imanaka T. Long and accurate PCR with a mixture of KOD DNA polymerase and its exonuclease deficient mutant enzyme. J Biotechnol. 2001;88(2):141-9. otwiera się w nowej karcie
  68. Mamedov TG, Pienaar E, Whitney SE, TerMaat JR, Carvill G, Goliath R, Subramanian A, Viljoen HJ. A fundamental study of the PCR amplification of GC- rich DNA templates. Comput Biol Chem. 2008;32(6):452-7. otwiera się w nowej karcie
  69. Primrose SB, Twyman RM. Principles of Gene Manipulation and Genomics. Blackwell; 2006; 29-31.
  70. Bębenek A, Ziuzia-Graczyk I. Fidelity of DNA replication-a matter of proofreading. Curr Genet. 2018 Mar 2. doi: 10.1007/s00294-018-0820-1 otwiera się w nowej karcie
  71. Musso M, Bocciardi R, Parodi S, Ravazzolo R, Ceccherini I. Betaine, dimethyl sulfoxide, and 7-deaza-dGTP, a powerful mixture for amplification of GC-rich DNA sequences. J Mol Diagn. 2006;8(5):544-50. otwiera się w nowej karcie
  72. Jensen MA, Fukushima M, Davis RW. DMSO and Betaine Greatly Improve Amplification of GC-Rich Constructs in De Novo Synthesis. PLoS One. 2010;5(6):e11024. otwiera się w nowej karcie
  73. Zhang Z, Kermekchiev MB, Barnes WM. Direct DNA amplification from crude clinical samples using a PCR enhancer cocktail and novel mutants of Taq. J Mol Diagn. 2010;12(2):152-61. otwiera się w nowej karcie
  74. Nagai M, Yoshida A, Sato N. Additive effects of bovine serum albumin, dithiothreitol and glycerolon PCR. IUBMB Life. 1998;44(1):157-63. otwiera się w nowej karcie
  75. Forbes BA, Hicks KE. Substances Interfering with Direct Detection of Mycobacterium tuberculosis in Clinical Specimens by PCR: Effects of Bovine Serum Albumin. J Clin Microbiol. 1996;34(9):2125-8. otwiera się w nowej karcie
  76. Kovárová M, Dráber P. New specificity and yield enhancer of polymerase chain reactions. Nucleic Acids Res. 2000;28(13):E70.
  77. Weyant RS, Edmonds P, Swaminathan B. Effect of ionic and nonionic detergents on the Taq polymerase. Biotechniques. 1990;9(3):308-9.
  78. Zhang Z, Yang X, Meng L, Liu F, Shen C, Yang W. Enhanced amplification of GC- rich DNA with two organic reagents. Biotechniques. 2009;47(3):775-9. otwiera się w nowej karcie
  79. Dabrowski S, Kur J. Cloning, overexpression, and purification of the recombinant His-tagged SSB protein of Escherichia coli and use in polymerase chain reaction amplification. Protein Expr Purif. 1999;16(1):96-102. otwiera się w nowej karcie
  80. Dabrowski S, Olszewski M, Piatek R, Brillowska-Dabrowska A, Konopa G, Kur J. Identification and characterization of single-stranded-DNA-binding proteins from Thermus thermophilus and Thermus aquaticus -new arrangement of binding domains. Microbiology. 2002;148:3307-15. otwiera się w nowej karcie
  81. Olszewski M, Mickiewicz M, Kur J. Two highly thermostable paralogous single- stranded DNA-binding proteins from Thermoanaerobacter tengcongensis. Arch Microbiol. 2008;190(1):79-87. otwiera się w nowej karcie
  82. Kur J, Olszewski M, Długołęcka A, Filipkowski P. Single-stranded DNA-binding proteins ( SSBs ) -sources and applications in molecular biology. Acta Biochim Pol. 2005;52(3):569-74. otwiera się w nowej karcie
  83. Nowak M, Olszewski M, Śpibida M, Kur J. Characterization of single-stranded DNA-binding proteins from the psychrophilic bacteria Desulfotalea psychrophila, Flavobacterium psychrophilum, Psychrobacter arcticus, Psychrobacter cryohalolentis, Psychromonas ingrahamii, Psychroflexus torquis, and Photobacterium profundum. BMC Microbiol. 2014;14:91. otwiera się w nowej karcie
  84. Stemmer WP. DNA shuffling by random fragmentation and reassembly: in vitro recombination for molecular evolution. Proc Natl Acad Sci U S A. 1994;91(22):10747-51. otwiera się w nowej karcie
  85. Greener A, Callahan M, Jerpseth B. An Efficient Random Mutagenesis Technique Using anE.coli Mutator Strain. Mol Biotechnol. 1997; 7(2):189-195. otwiera się w nowej karcie
  86. Hanson-Manful P, Patrick WM. Construction and analysis of randomized protein-encoding libraries using error-prone PCR. Methods Mol Biol. 2013;996:251-67. otwiera się w nowej karcie
  87. Reikofski J, Tao BY. Polymerase chain reaction (PCR) techniques for site- directed mutagenesis. Biotechnol Adv. 1992;10(4):535-47. otwiera się w nowej karcie
  88. Ho SN, Hunt HD, Horton RM, Pullen JK, Pease LR. Site-directed mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction. Gene. 1989;77(1):51-9. otwiera się w nowej karcie
  89. Suzuki M, Avicola AK, Hood L, Loeb LA. Low fidelity mutants in the O-helix of Thermus aquaticus DNA polymerase I. J Biol Chem. 1997;272(17):11228-35. otwiera się w nowej karcie
  90. Suzuki M, Yoshida S, Adman ET, Blank A, Loeb LA. Thermus aquaticus DNA polymerase I mutants with altered fidelity. Interacting mutations in the O-helix. otwiera się w nowej karcie
  91. J Biol Chem. 2000;275(42):32728-35. otwiera się w nowej karcie
  92. Yamagami T, Ishino S, Kawarabayasi Y, Ishino Y. Mutant Taq DNA polymerases with improved elongation ability as a useful reagent for genetic engineering. Front Microbiol. 2014;5:461. otwiera się w nowej karcie
  93. Kermekchiev MB, Kirilova LI, Vail EE, Barnes WM. Mutants of Taq DNA polymerase resistant to PCR inhibitors allow DNA amplification from whole blood and crude soil samples. Nucleic Acids Res. 2009;37(5):e40. otwiera się w nowej karcie
  94. Ignatov K, Kramarov V, Billingham S. Chimeric DNA polymerase. US20090209005 A1, 2009. otwiera się w nowej karcie
  95. Faurholm B, McEwan P, Bourn W, Rush G. Chimeric DNA polymerases. US20120115188 A1, 2012.
  96. Gelfand DH, Reichert FL. Mutant chimeric DNA polymerase. US6228628 B1, 2001. 72. Gao YG, Su SY, Robinson H, Padmanabhan S, Lim L, McCrary BS, Edmondson SP, Shriver JW, Wang AH. The crystal structure of the hyperthermophile chromosomal protein Sso7d bound to DNA. Nat Struct Biol. 1998;5(9):782-6.
  97. Wang Y, Prosen DE, Mei L, Sullivan JC, Finney M, Vander Horn PB. A novel strategy to engineer DNA polymerases for enhanced processivity and improved performance in vitro. Nucleic Acids Res. 2004;32(3):1197-207. otwiera się w nowej karcie
  98. Lee J Il, Cho SS, Kil E-J, Kwon S-T. Characterization and PCR application of a thermostable DNA polymerase from Thermococcus pacificus. Enzyme Microb Technol. 2010;47(4):147-52. otwiera się w nowej karcie
  99. Wang F, Li S, Zhao H, Bian L, Chen L, Zhang Z, Zhong X, Ma L, Yu X. Expression and Characterization of the RKOD DNA Polymerase in Pichia pastoris. PLoS One. 2015;10(7):e0131757. otwiera się w nowej karcie
  100. Sun S, Geng L, Shamoo Y. Structure and Enzymatic Properties of a Chimeric Bacteriophage RB69 DNA Polymerase and Single-Stranded DNA Binding Protein With Increased Processivity. Proteins. 2006;65:231-8. otwiera się w nowej karcie
  101. Lee JE, Potter RJ, Mandelman D. SSB -polymerase fusion proteins. EP1934372 B1, 2013.
  102. Haseltine CA, Kowalczykowski SC. A distinctive single-strand DNA-binding protein from the Archaeon Sulfolobus solfataricus. Mol Microbiol. 2002;43(6):1505-15. otwiera się w nowej karcie
  103. McInerney P, Adams P, Hadi MZ. Error Rate Comparison during Polymerase Chain Reaction by DNA Polymerase. Mol Biol Int. 2014;2014:287430. otwiera się w nowej karcie
  104. McDonald JP. Novel thermostable Y-family polymerases: applications for the PCR amplification of damaged or ancient DNAs. Nucleic Acids Res. 2006;34(4):1102-11. otwiera się w nowej karcie
  105. Cline J, Braman JC, Hogrefe HH. PCR fidelity of Pfu DNA polymerase and other thermostable DNA polymerases. Nucleic Acids Res. 1996;24(18):3546-51. otwiera się w nowej karcie
  106. Sigal N, Delius H, Kornberg T, Gefter ML, Alberts B. A DNA-unwinding protein isolated from Escherichia coli: its interaction with DNA and with DNA polymerases. Proc Natl Acad Sci U S A. 1972;69(12):3537-41. otwiera się w nowej karcie
  107. Borjac-Natour JM, Petrov VM, Karam JD. Divergence of the mRNA targets for the Ssb proteins of bacteriophages T4 and RB69. Virol J. 2004;1:4. otwiera się w nowej karcie
  108. Shamoo Y, Friedman AM, Parsons MR, Konigsberg WH, Steitz TA. Crystal structure of a replication fork single-stranded DNA binding protein (T4 gp32) complexed to DNA. Nature. 1995;376(6538):362-6. otwiera się w nowej karcie
  109. Rapley R. Enhancing PCR amplification and sequencing using DNA-binding proteins. Mol Biotechnol. 1994;2(3):295-8. otwiera się w nowej karcie
  110. Olszewski M, Balsewicz J, Nowak M, Maciejewska N, Cyranka-Czaja A, Zalewska- Piątek B, Piątek R, Kur J. Characterization of a Single-Stranded DNA-Binding- Like Protein from Nanoarchaeum equitans-A Nucleic Acid Binding Protein with Broad Substrate Specificity. PLoS One. 2015;10(5):e0126563. otwiera się w nowej karcie
  111. Liu JH, Chang TW, Huang CY, Chen SU, Wu HN, Chang MC, Hsiao CD. Crystal structure of PriB, a primosomal DNA replication protein of Escherichia coli. J Biol Chem. 2004;279(48):50465-71. otwiera się w nowej karcie
  112. Liebschner D, Brzezinski K, Dauter M, Dauter Z, Nowak M, Kur J, Olszewski M. Dimeric structure of the N-terminal domain of PriB protein from Thermoanaerobacter tengcongensis solved ab initio. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 2012;68:1680-9. otwiera się w nowej karcie
  113. Lehman IR. DNA ligase: structure, mechanism, and function. Science. 1974;186(4166):790-7. otwiera się w nowej karcie
  114. Shuman S. DNA Ligases: Progress and Prospects. J Biol Chem. 2009;284(26):17365-9. otwiera się w nowej karcie
  115. Tomkinson AE, Vijayakumar S, Pascal JM, Ellenberger T. DNA Ligases: Structure, Reaction Mechanism, and Function. Chem Rev. 2006;106(2):687-99. otwiera się w nowej karcie
  116. Pascal JM, O'Brien PJ, Tomkinson AE, Ellenberger T. Human DNA ligase I completely encircles and partially unwinds nicked DNA. Nature. 2004;432(7016):473-8. otwiera się w nowej karcie
  117. Chambers CR, Patrick WM. Archaeal Nucleic Acid Ligases and Their Potential in Biotechnology. Archaea. 2015;2015:1-10. otwiera się w nowej karcie
  118. Oscorbin IP, Boyarskikh UA, Zakabunin AI, Khrapov EA, Filipenko ML. DNA- Binding Domain of DNA Ligase from the Thermophilic Archaeon Pyrococcus abyssi: Improving Long-Range PCR and Neutralization of Heparin's Inhibitory Effect. Appl Biochem Biotechnol. 2015;176(7):1859-69. otwiera się w nowej karcie
  119. Dabrowski S, Kur J. Recombinant His-tagged DNA polymerase. II. Cloning and purification of Thermus aquaticus recombinant DNA polymerase (Stoffel fragment). Acta Biochim Pol. 1998;45(3):661-7. otwiera się w nowej karcie
  120. Elshawadfy AM, Keith BJ, Ee Ooi H, Kinsman T, Heslop P, Connolly BA. DNA polymerase hybrids derived from the family-B enzymes of Pyrococcus furiosus and Thermococcus kodakarensis: Improving performance in the polymerase chain reaction. Front Microbiol. 2014;5:1-14. otwiera się w nowej karcie
  121. Bloom LB, Goodman MF. Polymerase Processivity: Measurement and Mechanisms. In: Encyclopedia of Life Sciences. Chichester, UK: John Wiley & Sons; 2001 otwiera się w nowej karcie
  122. Bambara RA, Fay PJ, Mallaber LM. Methods of analyzing processivity. Methods Enzymol. 1995;262(1978):270-80. otwiera się w nowej karcie
  123. Halley G, Prezioso V. Eppendorf HotMaster-An Innovative Hot Start/Cold Stop Technology for Better PCR Results. Tech Notes. 2003;76-9.
  124. Kwon KM, Kang SG, Sokolova TG, Cho SS, Kim YJ, Kim CH, Kwon ST.. Characterization of a family B DNA polymerase from Thermococcus barophilus Ch5 and its application for long and accurate PCR. Enzyme Microb Technol. 2016;86:117-26. otwiera się w nowej karcie
  125. Barski P, Piechowicz L, Galiński J, Kur J. Rapid assay for detection of methicillin- resistant Staphylococcus aureus using multiplex PCR. Mol Cell Probes. 1996;10(6):471-5. otwiera się w nowej karcie
  126. Liu R, Paxton WA, Choe S, Ceradini D, Martin SR, Horuk R, MacDonald ME, Stuhlmann H, Koup RA, Landau NR. Homozygous defect in HIV-1 coreceptor accounts for resistance of some multiply-exposed individuals to HIV-1 infection. Cell. 1996;86(3):367-77. otwiera się w nowej karcie
  127. Tveit H, Kristensen T. Fluorescence-Based DNA Polymerase Assay. Anal Biochem. 2001;289:96-8. otwiera się w nowej karcie
  128. Driscoll MD, Rentergent J, Hay S. A quantitative fluorescence-based steady-state assay of DNA polymerase. FEBS J. 2014;281(8):2042-50. otwiera się w nowej karcie
  129. Ma C, Tang Z, Wang K, Tan W, Li J, Li W, Li Z, Yang X, Li H, Liu L. Real-time monitoring of DNA polymerase activity using molecular beacon. Anal Biochem. 2006;353(1):141-3. otwiera się w nowej karcie
  130. Habig WH, Pabst MJ, Jakoby WB. Glutathione S-transferases. The first enzymatic step in mercapturic acid formation. J Biol Chem. 1974;249(22):7130-9.
  131. Huang YH, Huang CY. Structural insight into the DNA-binding mode of the primosomal proteins PriA, PriB, and DnaT. Biomed Res Int. 2014;2014:195162. otwiera się w nowej karcie
  132. Morrone SR, Wang T, Constantoulakis LM, Hooy RM, Delannoy MJ, Sohn J. Cooperative assembly of IFI16 filaments on dsDNA provides insights into host defense strategy. Proc Natl Acad Sci U S A. 2014;111(1):E62-71. otwiera się w nowej karcie
  133. Miyazono K, Zhi Y, Takamura Y, Nagata K, Saigo K, Kojima T, Tanokura M. Cooperative DNA-binding and sequence-recognition mechanism of aristaless and clawless. EMBO J. 2010;29(9):1613-23. otwiera się w nowej karcie
  134. Braid MD, Daniels LM, Kitts CL. Removal of PCR inhibitors from soil DNA by chemical flocculation. J Microbiol Methods. 2003;52(3):389-93. otwiera się w nowej karcie
  135. Yang YG, Kim JY, Song YH, Kim DS. A novel buffer system, AnyDirect, can improve polymerase chain reaction from whole blood without DNA isolation. Clin Chim Acta. 2007;380(1-2):112-7. otwiera się w nowej karcie
  136. Datta K, LiCata VJ. Thermodynamics of the binding of Thermus aquaticus DNA polymerase to primed-template DNA. Nucleic Acids Res. 2003;31(19):5590-7. otwiera się w nowej karcie
  137. Kozlov AG, Lohman TM. Large contributions of coupled protonation equilibria to the observed enthalpy and heat capacity changes for ssDNA binding to Escherichia coli SSB protein. Proteins. 2000;Suppl 4:8-22. otwiera się w nowej karcie
  138. Walkusz R. Otrzymywanie, charakterystyka molekularna i zastosowanie dwudomenowego białka PriB Thermoanaerobacter tengcongensis. Praca magisterska. 2016; Politechnika Gdańska, Wydziała Chemiczny, Katedra biotechnologii Molekularnej i Mikrobiologii.
  139. Śpibida M, Krawczyk B, Zalewska-Piątek B, Piątek R, Wysocka M, Olszewski M. Fusion of DNA-binding domain of Pyrococcus furiosus ligase with TaqStoffel DNA polymerase as a useful tool in PCR with difficult targets. Appl Microbiol Biotechnol. 2018;102(2):713-721. otwiera się w nowej karcie
  140. Olszewski M, Śpibida M, Bilek M, Krawczyk B. Fusion of Taq DNA polymerase with single-stranded DNA binding-like protein of Nanoarchaeum equitans- Expression and characterization. PLoS One. 2017;12(9):e0184162. otwiera się w nowej karcie
  141. Śpibida M, Krawczyk B, Olszewski M, Kur J. Modified DNA polymerases for PCR troubleshooting. J Appl Genet. 2017;58(1):133-142. otwiera się w nowej karcie
  142. Krawczyk B, Kur J, Stojowska-Swędrzyńska K, Śpibida M. Principles and applications of Ligation Mediated PCR methods for DNA-based typing of microbial organisms.Acta Biochim Pol. 2016;63(1):39-52. otwiera się w nowej karcie
  143. Nowak M, Olszewski M, Śpibida M, Kur J. Characterization of single-stranded DNA-binding proteins from the psychrophilic bacteria Desulfotalea psychrophila, Flavobacterium psychrophilum, Psychrobacter arcticus, Psychrobacter cryohalolentis, Psychromonas ingrahamii, Psychroflexus torquis, and Photobacterium profundum. BMC Microbiol. 2014 Apr 14;14:91 otwiera się w nowej karcie
  144. Śpibida M, Olszewski M, Krawczyk B, Zalewska-Piątek B., Piątek R."Fuzyjne polimerazy DNA jako użyteczne narzędzia w amplifikacji trudnych matryc", Konferencja Biomillenium, 6-9 IX 2017 otwiera się w nowej karcie
  145. Śpibida M, Krawczyk B, Olszewski M, Kur J, "Polimerazy fuzyjne jako nowoczesne narzędzia amplifikacji kwasów nukleinowych" XXVIII Zjazd Polskiego Towarzystwa Mikrobiologów. Mikrobiologia -nowe wyzwania, nowe możliwości, 25-27 IX 2016
  146. Śpibida M, Krawczy B, Olszewski M, "Fuzyjna polimeraza DNA Taq o ulepszonych właściwościach użytecznych w diagnostyce molekularne", Ogólnopolska konferencja Mikrobiologia w Medycynie, Przemyśle i Ochronie Środowiska, Łódż, 24-25 X 2015 otwiera się w nowej karcie
  147. Postery 1. Walkusz R, Komarnicka K, Śpibida M, Olszewski M, "Otrzymywanie i charakterystyka molekularna oraz aplikacje dwudomenowego białka TtePrib" XXVIII Zjazd Polskiego Towarzystwa Mikrobiologów. Mikrobiologia -nowe wyzwania, nowe możliwości, 25-27 IX 2016
  148. Śpibida M, Olszewski M, Krawczyk B "Fuzyjna polimeraza DNA Taq o zwiększonej oporności na inhibitory z próbek klinicznych", Biomed Session, 12.12 2015
  149. Śpibida M, Krawczyk B, Olszewski M, "Taq DNA polymerase fused with DNA binding protein with increased resistance to inhibitors from clinical samples" Diagmol 2015 XVI Conference on Molecular biology in diagnostic of infectious diseases and biotechnology in Memory of Professor Władysław J.H. Kunicki- Goldfinger, 28.11.2015
  150. Śpibida M, Olszewski M, Krawczy B, "Increased concentration of Taq DNA polymerase as a solution for GC-richtemplates from clinical and environmentalsamples", Acta Biochimica Polonica. Supplement, 6th International Weigl Conference on Microbiology, 8-10 VII 2015
  151. Śpibida M, Walkusz R, Zalewski B, Maciejewska N, Olszewski M, Krawczyk B, "Taq DNA polymerases fused with single-stranded DNA binding protein", P.15.44, Acta Biochimica Polonica, suppl. 1, 295 -295, 2014, The BIO 2014
  152. Congress Warsaw, Poland, September 9th -12th 2014 otwiera się w nowej karcie
  153. Śpibida M, Szemiako K, Krawczyk B , Olszewski M, Zalewska-Piątek B , Piątek R, "Otrzymywanie polimerazy Pfu DNA o zwiększonej oporności na inhibitory krwi użytecznej w diagnostyce molekularne", I Ogólnopolska Konferencja "Drobnoustroje w świecie człowieka -Drobnoustroje oportunistyczne" Bydgoszcz, 18-20 IX 2014 otwiera się w nowej karcie
  154. Szemiako K, Śpibida M, Krawczyk B, Olszewski M, "Zastosowanie metody T- RFLP do identyfikacji gatunkowej drożdżaków z rodzaju Candida", I Ogólnopolska Konferencja "Drobnoustroje w świecie człowieka - Drobnoustroje oportunistyczne" Bydgoszcz, 18-20 IX 2014 r otwiera się w nowej karcie
  155. Szemiako K, Śpibida M, Krawczyk B, Olszewski M, "Jednoczesna identyfikacja gatunkowa pięciu klinicznie istotnych drożdżaków z rodzaju Candida z wykorzystaniem reakcji multipleks PCR", I Ogólnopolska Konferencja "Drobnoustroje w świecie człowieka -Drobnoustroje oportunistyczne" Bydgoszcz, 18-20 IX 2014 otwiera się w nowej karcie
  156. Zalewska-Piątek B, Piątek R, Pilipczuk J, Śpibida M, Olszewski M, "Białko DRAD jako czynnik urowirulenty zlokalizowany na powierzchni komórek bakteryjnych szczepów Escherichia coli DR+", I Ogólnopolska Konferencja "Drobnoustroje w świecie człowieka -Drobnoustroje oportunistyczne" Bydgoszcz, 18-20 IX 2014
  157. Śpibida M, Szemiako K, Krawczyk B, Olszewski M, Pilipczuk J, "Fuzja polimerazy DNA Taq z białkiem wiążącym DNA o zwiększonej użyteczności w diagnostyce molekularnej", I Ogólnopolska Konferencja "Drobnoustroje w świecie człowieka -Drobnoustroje oportunistyczne" Bydgoszcz, 18-20 IX 2014
  158. Śpibida M, Krawczyk B, Olszewski M, "Taq DNA polymerase fused with single and double stranded DNA binding protein useful in molecular diagnostic and genetic engineering", p.173, 15th Konferencja "Molecular biology in diagnostics of infectious diseases and biotechnology" "DiagMol 2014" Warszawa, 25 X 2014
  159. Walkusz R, Zalewski B, Śpibida M, Olszewski M, "Specific detection of Psilocybe cubensis DNA by PCR amplification of the gpd gene fragment", p. 175, 15th Konferencja "Molecular biology in diagnostics of infectious diseases and biotechnology" "DiagMol 2014" Warsaw, 25 X 2014
  160. Zalewski B, Walkusz R, Śpibida M, Olszewski M, "PCR amplification of the conserved fragment of gpd gene used to specific detection of Psilocybe cubensis DNA", p. 185, 15th Konferencka "Molecular biology in diagnostics of infectious diseases and biotechnology" "DiagMol 2014" Warsaw, 25 X 2014
  161. Śpibida M, Marszałkowska M, Olszewski M, Novel class of primosomal protein B from Clostridium thermocellum, P5.26, p. 54, 8 -11 X 2013, 5th Central European Congress of Life Sciences Eurobiotech 2013, Kraków
  162. Marszałkowska M, Zakrzewska S, Śpibida M, Olszewski M, A novel DNA polymerase from hyperthermophilic bacterium Thermovibrio ammonificans: gene cloninig, expression, and characterization, P5.27, str. 55, 8 -11 X 2013, 5th Central European Congress of Life Sciences Eurobiotech 2013, Kraków otwiera się w nowej karcie
  163. Śpibida M, Marszałkowska M, Olszewski M, Novel primosomal protein B from Clostridium pasteurianum, P.3.35, str. 55, 2 -5 IX 2013,48th Congress of the Polish Biochemical Society, Toruń otwiera się w nowej karcie
  164. Olszewski M, Nowak M, Śpibida M, Characterization of single-stranded DNA- binding proteins from the psychrophilic bacteria, P3.24, str. 49, 2 -5 IX 2013, 48th Congress of the Polish Biochemical Society, Toruń
  165. Olszewski M, Nowak M, Śpibida M, Kur J, Novel SSB protein from psychrophilic bacteria Pseudoalteromonas haloplanktis, 55th Polish Crystallographic Meeting, VI 27-29, 2013, Wrocław, B-2 otwiera się w nowej karcie
  166. Marszałowska M, Śpibida M, Olszewski M, cDiscovery of novel uvrA genes in Betaproteobacteriae, str. 59, 23 -25.11.2012: XIV National Academic Seminar of Biotechnology Students & IV International Students' Conference of Biotechnology, Gdańsk
  167. Poleska M, Tarkowska A, Śpibida M, Olszewski M, Primosomal DNA replication proteins structure prediction using homology modeling, str. 117, 23 - 25.11.2012: XIV National Academic Seminar of Biotechnology Students & IV International Students' Conference of Biotechnology, Gdańsk
  168. Żownir M, Bil M, Śpibida M, Kreft Ł, Olszewski M, "Discovery and identification of novel additional priB genes in bacteria", str. 116,23 -25.11.2012: XIV National Academic Seminar of Biotechnology Students & IV International Students' Conference of Biotechnology, Gdańsk
  169. Śpibida M, Bil M, Żownir M, Kreft Ł,Olszewski M, "Novel single-stranded DNA binding proteins from Bacteria", P-30, str. 152, 08 -10.11.2012: VII International Conference of Young Naturalists "From Biotechnology to Environment Protection" -interdisciplinary meeting of young naturalists for students and PhD students, ZielonaGóra
  170. Bil M, Kreft Ł, Śpibida M, Olszewski M, "Biodiversity of SSB proteins in the kingdom of Bacteria", P-31, str. 154, 08 -10.11.2012: VII International Conference of Young Naturalists "From Biotechnology to Environment Protection" -interdisciplinary meeting of young naturalists for students and PhD students, ZielonaGóra otwiera się w nowej karcie
Weryfikacja:
Politechnika Gdańska

wyświetlono 196 razy

Publikacje, które mogą cię zainteresować

Meta Tagi