Active Site Architecture and Reaction Mechanism Determination of Cold Adapted beta-D-galactosidase from Arthrobacter sp. 32cB - Publikacja - MOST Wiedzy


Active Site Architecture and Reaction Mechanism Determination of Cold Adapted beta-D-galactosidase from Arthrobacter sp. 32cB


ArthbetaDG is a dimeric, cold-adapted beta-D-galactosidase that exhibits high hydrolytic and transglycosylation activity. A series of crystal structures of its wild form, as well as its ArthbetaDG_E441Q mutein complexes with ligands were obtained in order to describe the mode of its action. The ArthbetaDG_E441Q mutein is an inactive form of the enzyme designed to enable observation of enzyme interaction with its substrate. The resulting three-dimensional structures of complexes: ArthbetaDG_E441Q/LACs and ArthbetaDG/IPTG (ligand bound in shallow mode) and structures of complexes ArthbetaDG_E441Q/LACd, ArthbetaDG/ONPG (ligands bound in deep mode), and galactose ArthbetaDG/GAL and their analysis enabled structural characterization of the hydrolysis reaction mechanism. Furthermore, comparative analysis with mesophilic analogs revealed the most striking differences in catalysis mechanisms. The key role in substrate transfer from shallow to deep binding mode involves rotation of the F581 side chain. It is worth noting that the 10-aa loop restricting access to the active site in mesophilic GH2 betaDGs, in ArthbetaDG is moved outward. This facilitates access of substrate to active site. Such a permanent exposure of the entrance to the active site may be a key factor for improved turnover rate of the cold adapted enzyme and thus a structural feature related to its cold adaptation.


  • 4


  • 4

    Web of Science

  • 5


Informacje szczegółowe

Publikacja w czasopiśmie
artykuły w czasopismach
Opublikowano w:
ISSN: 1422-0067
Rok wydania:
Opis bibliograficzny:
Rutkiewicz M., Bujacz A., Wanarska M., Wierzbicka-Woś A., Cieśliński H.: Active Site Architecture and Reaction Mechanism Determination of Cold Adapted beta-D-galactosidase from Arthrobacter sp. 32cB// INTERNATIONAL JOURNAL OF MOLECULAR SCIENCES -Vol. 20,iss. 17 (2019), s.1-17
Cyfrowy identyfikator dokumentu elektronicznego (otwiera się w nowej karcie) 10.3390/ijms20174301
Bibliografia: test
  1. Talens-Perales, D.; Górska, A.; Huson, D.H.; Polaina, J.; Marín-Navarro, J. Analysis of Domain Architecture and Phylogenetics of Family 2 Glycoside Hydrolases (GH2). PLoS ONE 2016, 11, e0168035. [CrossRef] [PubMed] otwiera się w nowej karcie
  2. Cohn, M.; Monod, J. Purification and properties of the beta-galactosidase (lactase) of Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta 1951, 7, 153-174. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  3. Jacobson, R.H.; Zhang, X.J.; DuBose, R.F.; Matthews, B.W. Three-dimensional structure of beta-galactosidase from E. coli. Nature 1994, 369, 761-766. [CrossRef] [PubMed] otwiera się w nowej karcie
  4. Juers, D.H.; Matthews, B.W.; Huber, R.E. LacZ beta-galactosidase: Structure and function of an enzyme of historical and molecular biological importance. Protein Sci. 2012, 21, 1792-1807. [CrossRef] [PubMed] otwiera się w nowej karcie
  5. Brás, N.F.; Fernandes, P.A.; Ramos, M.J. QM/MM Studies on the β-Galactosidase Catalytic Mechanism: Hydrolysis and Transglycosylation Reactions. J. Chem. Theory Comput. 2010, 6, 421-433. [CrossRef] [PubMed] otwiera się w nowej karcie
  6. Juers, D.H.; Rob, B.; Dugdale, M.L.; Rahimzadeh, N.; Giang, C.; Lee, M.; Matthews, B.W.; Huber, R.E. Direct and indirect roles of His-418 in metal binding and in the activity of beta-galactosidase (E. coli). Protein Sci. 2009, 18, 1281-1292. [CrossRef] [PubMed] otwiera się w nowej karcie
  7. Juers, D.H.; Heightman, T.D.; Vasella, A.; McCarter, J.D.; Mackenzie, L.; Withers, S.G.; Matthews, B.W. A structural view of the action of Escherichia coli (lacZ) beta-galactosidase. Biochemistry 2001, 40, 14781-14794. [CrossRef] [PubMed] otwiera się w nowej karcie
  8. Harju, M. Milk sugars and minerals as ingredients. Int. J. Dairy Technol. 2001, 54, 61-63. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  9. Harju, M.; Kallioinen, H.; Tossavainen, O. Lactose hydrolysis and other conversions in dairy products: Technological aspects. Int. Dairy J. 2012, 22, 104-109. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  10. Pereira-Rodriguez, A.; Fernandez-Leiro, R.; Gonzalez-Siso, M.I.; Cerdan, M.E.; Becerra, M.; Sanz-Aparicio, J. Structural basis of specificity in tetrameric Kluyveromyces lactis beta-galactosidase. J. Struct. Biol. 2012, 177, 392-401. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  11. Stevenson, D.E.; Stanley, R.A.; Furneaux, R.H. Optimization of alkyl beta-D-galactopyranoside synthesis from lactose using commercially available beta-galactosidases. Biotechnol. Bioeng. 1993, 42, 657-666. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  12. Klewicki, R.; Belina, I.; Wojciechowska, A.; Klewicka, E.; Sójka, M. Synthesis of Galactosyl Mannitol Derivative Using β-Galactosidase from Kluyveromyces lactis. Pol. J. Food Nutr. Sci. 2017, 67, 33-39. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  13. Wojciechowska, A.; Klewicki, R.; Sójka, M.; Klewicka, E. Synthesis of the Galactosyl Derivative of Gluconic Acid with the Transglycosylation Activity of β-Galactosidase. Food Technol. Biotechnol. 2017, 55, 258-265. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  14. Cavicchioli, R.; Charlton, T.; Ertan, H.; Omar, S.M.; Siddiqui, K.S.; Williams, T.J. Biotechnological uses of enzymes from psychrophiles. Microb. Biotechnol. 2011, 4, 449-460. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  15. Cavicchioli, R.; Siddiqui, K.S.; Andrews, D.; Sowers, K.R. Low-temperature extremophiles and their applications. Curr. Opin. Biotechnol. 2002, 13, 253-261. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  16. Pawlak-Szukalska, A.; Wanarska, M.; Popinigis, A.T.; Kur, J. A novel cold-active β-d-galactosidase with transglycosylation activity from the Antarctic Arthrobacter sp. 32cB-Gene cloning, purification and characterization. Process Biochem. 2014, 49, 2122-2133. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  17. Boehm, G.; Fanaro, S.; Jelinek, J.; Stahl, B.; Marini, A. Prebiotic concept for infant nutrition. Acta Paediatr. 2003, 92, 64-67. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  18. Lee, L.Y.; Bharani, R.; Biswas, A.; Lee, J.; Tran, L.A.; Pecquet, S.; Steenhout, P. Normal growth of infants receiving an infant formula containing Lactobacillus reuteri, galacto-oligosaccharides, and fructo-oligosaccharide: A randomized controlled trial. Matern. Health Neonatol. Perinatol. 2015, 1, 9. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  19. Li, M.; Monaco, M.H.; Wang, M.; Comstock, S.S.; Kuhlenschmidt, T.B.; Fahey, G.C., Jr.; Miller, M.J.; Kuhlenschmidt, M.S.; Donovan, S.M. Human milk oligosaccharides shorten rotavirus-induced diarrhea and modulate piglet mucosal immunity and colonic microbiota. ISME J. 2014, 8, 1609-1620. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  20. Hughes, C.; Davoodi-Semiromi, Y.; Colee, J.C.; Culpepper, T.; Dahl, W.J.; Mai, V.; Christman, M.C.; Langkamp-Henken, B. Galactooligosaccharide supplementation reduces stress-induced gastrointestinal dysfunction and days of cold or flu: A randomized, double-blind, controlled trial in healthy university students. Am. J. Clin. Nutr. 2011, 93, 1305-1311. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  21. Kunz, C.; Rudloff, S. Biological functions of oligosaccharides in human milk. Acta Paediatr. 1993, 82, 903-912. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  22. Torres, D.P.; Gonçalves, M.; Teixeira, J.A.; Rodrigues, L.R. Galacto-Oligosaccharides: Production, Properties, Applications, and Significance as Prebiotics. Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 2010, 9, 438-454. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  23. McVeagh, P.; Miller, J.B. Human milk oligosaccharides: Only the breast. Acta Paediatr. 1997, 33, 281-286. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  24. Musilova, S.; Rada, V.; Vlkova, E.; Bunesova, V. Beneficial effects of human milk oligosaccharides on gut microbiota. Benef. Microbes. 2014, 5, 273-283. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  25. Mussatto, S.I.; Mancilha, I.M. Non-digestible oligosaccharides: A review. Carbohydr. Polym. 2007, 68, 587-597. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  26. Oliveira, D.L.; Wilbey, R.A.; Grandison, A.S.; Roseiro, L.B. Milk oligosaccharides: A review. Diary Technol. 2015, 68, 305-321. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  27. Manas, N.H.A.; Illias, R.M.; Mahadi, N.M. Strategy in manipulating transglycosylation activity of glycosyl hydrolase for oligosaccharide production. Crit. Rev. Biotechnol. 2018, 38, 272-293. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  28. Rutkiewicz-Krotewicz, M.; Pietrzyk-Brzezinska, A.J.; Wanarska, M.; Cieslinski, H.; Bujacz, A. In Situ Random Microseeding and Streak Seeding Used for Growth of Crystals of Cold-Adapted beta-D-Galactosidases: Crystal Structure of beta DG from Arthrobacter sp. 32cB. Crystals 2018, 8, 13. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  29. Rutkiewicz-Krotewicz, M.; Pietrzyk-Brzezinska, A.J.; Sekula, B.; Cieśliński, H.; Wierzbicka-Woś, A.; Kur, J.; Bujacz, A. Structural studies of a cold-adapted dimeric β-D-galactosidase from Paracoccus sp. 32d. Acta Cryst. D Struct. Biol. 2016, 72, 1049-1061. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  30. Rutkiewicz, M.; Bujacz, A.; Bujacz, G. Structural features of cold-adapted dimeric GH2 β-D-galactosidase from Arthrobacter sp. 32cB. Biochim. Biophys. Acta (BBA)-Proteins Proteom. 2019, 1867, 776-786. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  31. Matthews, B.W. Solvent content of protein crystals. J. Mol. Biol. 1968, 33, 491-497. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  32. Winn, M.D.; Isupov, M.N.; Murshudov, G.N. Use of TLS parameters to model anisotropic displacements in macromolecular refinement. Acta Cryst. D 2001, 57, 122-133. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  33. Sinnott, M.L.; Souchard, I.J.L. The mechanism of action of β-galactosidase. Effect of aglycone nature and α-deuterium substitution on the hydrolysis of aryl galactosides. Biochem. J. 1973, 133, 89-98. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  34. Hudson, K.L.; Bartlett, G.J.; Diehl, R.C.; Agirre, J.; Gallagher, T.; Kiessling, L.L.; Woolfson, D.N. Carbohydrate-Aromatic Interactions in Proteins. J. Am. Chem. Soc. 2015, 137, 15152-15160. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  35. Malecki, P.H.; Vorgias, C.E.; Petoukhov, M.V.; Svergun, D.I.; Rypniewski, W. Crystal structures of substrate-bound chitinase from the psychrophilic bacterium Moritella marina and its structure in solution. Acta Cryst. D Biol. Cryst. 2014, 70, 676-684. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  36. Ardevol, A.; Rovira, C. Reaction Mechanisms in Carbohydrate-Active Enzymes: Glycoside Hydrolases and Glycosyltransferases. Insights from ab Initio Quantum Mechanics/Molecular Mechanics Dynamic Simulations. J. Am. Chem. Soc. 2015, 137, 7528-7547. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  37. Bujacz, G.; Wrzesniewska, B.; Bujacz, A. Cryoprotection properties of salts of organic acids: A case study for a tetragonal crystal of HEW lysozyme. Acta Cryst. D 2010, 66, 789-796. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  38. Sparta, K.M.; Krug, M.; Heinemann, U.; Mueller, U.; Weiss, M.S. XDSAPP2.0. J. Appl. Crystallogr. 2016, 49, 1085-1092. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  39. Adams, P.D.; Afonine, P.V.; Bunkoczi, G.; Chen, V.B.; Davis, I.W.; Echols, N.; Headd, J.J.; Hung, L.-W.; Kapral, G.J.; Grosse-Kunstleve, R.W.; et al. PHENIX: A comprehensive Python-based system for macromolecular structure solution. Acta Crystallogr. Sect. D 2010, 66, 213-221. [CrossRef] otwiera się w nowej karcie
  40. © 2019 by the authors. Licensee MDPI, Basel, Switzerland. This article is an open access article distributed under the terms and conditions of the Creative Commons Attribution (CC BY) license ( otwiera się w nowej karcie
Politechnika Gdańska

wyświetlono 32 razy

Publikacje, które mogą cię zainteresować

Meta Tagi